Realización de la necropsia: Procedimientos de colecta de muestras

a. Histología

(Ver la lista de tejidos a colectar en el Apéndice II) Las muestras deben tomarse de todos los órganos principales y CUALQUIER ÁREA O TEJIDO ANORMAL. Todas las muestras deben ser colocadas en un mismo envase con formol bufferado al 10% SUMERJA LOS TEJIDOS EN UN VOLÚMEN DE FIJADOR IGUAL A 10 PARTES DE FORMOL POR 1 DE TEJIDO. Las muestras deben tener un grosor menor a 1 cm para fijarse correctamente, pero deben ser largas y anchas para representar las diferentes áreas del tejido asi como cualquier anormalidad. Las mejores muestras son las que incluyen una una parte anormal y una normal del mismo tejido. Las muestras deben ser manipuladas cuidadosamente, tomándolas sólo de los bordes. No raspe la superficie de los tejidos ni las presione con pinzas. La mayoría de los tejidos no requieren identificación individual. Si algún tejido o muestra requiere identificación especial, (por ej. un nódulo linfático determinado), colóquelo en un envase diferente (o en un cassette porta-tejidos) o péguele un trozo de papel con un hilo o un alfiler y etiquete el papel o envase con lápiz o marcador indeleble. NUNCA congele muestras de tejido que deban ser utilizadas para diagnóstico histopatológico (no antes ni después de conservarlos en formol).

b. Microbiología (Bacteriología y Virología)

Las muestras colectadas para microbiología serán utilizadas luego para el cultivo de bacterias o virus. Para tomar muestras sin contaminarlas, las mismas deben ser tomadas ANTES de que se toquen los tejidos y el instrumental debe ser esterilizado. Estas muestras deben ser colocadas en envases estériles. Para esterilizar el instrumental: moje las puntas en alcohol y luego flaméelas hasta que se pongan rojas y luego déjelas enfriar. Las muestras también pueden tomarse con hisópos estériles, jeringas estériles o colocando un trozo grande de tejido (3cm2) en un envase estéril (así, el centro de esta muestra grande permanecerá sin contaminación). Tome muestras que contengan áreas anormales de tejido. Las muestras indicadas incluyen: sangre entera, pus, áreas con nódulos o abcesos, o contenido intestinal (dentro de una porción de intestino). Cuando tome muestras de tejidos infectados, seleccione una parte cercana al borde del área afectada donde es más probable hallar organismos vivos. Si no se evidencian áreas anormales, tome muestras standard de pulmón, hígado, riñón, bazo, amígdala e intestinos (vea lista de tejidos a colectar, Apéndice II). Mantenga húmedas las muestras con un medio de transporte estéril, selladas en envases herméticos y refrigeradas. Si no es posible refrigerar las muestras, se las puede colocar en glicerina bufferada. También son útiles para el diagnóstico los extendidos de pus o las improntas de tejidos afectados. Estos pueden ser secados al aire y enviados al laboratorio con los cultivos.

c. Serología

El suero se debe colocar en tubos estériles y luego conservar y enviar congelado. Cómo Obtener Suero De Un Cadáver En animales recientemente muertos, el corazón derecho generalmente contiene coágulos de plasma (sustancia marrón amarillenta), sangre sin coagular o sangre coagulada. El plasma o la sangre deben extraerse y dejados en reposo durante unos 30 minutos aproximadamente para favorecer la formación de un coágulo. Luego pueden centrifugarse a 2000 XG durante unos 20 minutos. Las centrífugas de Mobilespin centrifuge de Vulcon Technologies, 718 Main., Grandview, MO 640330 USA; 816-966-1212 o FAX 816-966-8879 son portátiles y fácilmente utilizables en el campo. Cuando no se dispone de una centrífuga, el suero puede ser obtenido dejando coagular o asentar las células sanguíneas. El suero (fluído claro amarillento o rojizo si el animal está autolítico) o plasma deben ser separados de las células sanguíneas y dividos en al menos dos alícuotas. Luego se deben transferir a criotubos y mantener refrigerados o congelados a (-20 o -70°C ) hasta su envío al laboratorio. Los tubos con suero deben ser rotulados con el nombre de la especie, identificación del animal, fecha y lugar de origen (ej. parque o reserva o país) utilizando un marcador indeleble. Si el tubo de ensayo se invierte, el contacto de la muestra sanguinea con el tapón de goma (que contiene zinc) puede contaminar la muestra y luego resultar en falsos valores elevados de zinc en los análisis de minerales Si no se dispone de una centrífuga y se obtiene sangre de un animal vivo o muerto cuya sangre aún no se ha coagulado, coloque la sangre entera en un tubo de ensayo y déjela coagular con el tubo invertido (tapón de goma hacia abajo). Luego devuelva al tubo a su posición normal (tapón hacia arriba) y con mucho cuidado quite el tapón con el coágulo adherido, dejando el suero en el tubo.

d. Toxicología

Tome muestras y coloque una mitad de cada una en papel aluminio y la otra mitad en envases o bolsas plásticas (el aluminio o el plástico interfieren con los análisis de determinadas toxinas). Las muestras deben ser conservadas congeladas (de ser posible) hasta su envío al laboratorio. (vea lista de tejidos a muestrear en el Apéndice II).

e. Parasitología

Haga al menos 3 extendidos de sangre sobre portaobjetos limpios (vea el procedimiento descripto en "detectando presencia de carbunclo") Fije aproximadamente 2 g de heces en alcohol etílico al 70% o en formol al 10%.

f. Improntas para citología

Haga un corte limpio con bisturí sobre la superficie del área anormal del tejido que quiere muestrear. Tome el trozo firmemente con una pinza, colocando la cara cortada hacia abajo. Apoye la superficie cortada sobre una toalla de papel u otro material absorbente hasta que no vea restos de sangre u otros fluídos. Luego toque suavemente la superficie secada en diferentes partes de varios porta-objetos limpios. Seque las improntas al aire. Fijar las improntas con alcohol al 95%.

g. Filter

Se pueden colectar pequeños volúmenes de sangre en papel de filtro para su posterior análisis de ARN, ADN viral, bacteriano o hemoparasitológico. También a partir de estas muestras, se pueden realizar análisis serológicos de detección de anticuerpos contra algunos patógenos. Se deben colocar gotas de sangre entera sobre el papel de filtro grueso, tipo Whatman, hasta formar manchas de 1 a 2 cm de diámetro. Life Technologies vende papel de filtro preparado para este uso, bajo el nombre de Fitzco/Whatman, FTA # 8504. Las manchas de sangre se pueden lograr también presionando el papel contra un órgano o músculo. Antes de su uso, o luego del secado de las muestras de sangre, se puede rotular el papel de filtro con lápiz, con el nombre de la especie muestreada, número o letras de identificación y la fecha. Luego de secar las manchas de sangre (muestras) sobre el papel a temperatura ambiente, se pueden conservar los papeles en bolsas plásticas individuales (zip-lock) en un ambiente seco. Se recomienda agregarle un pequeño paquete de sílica gel a cada bolsita para garantizar la ausencia de humedad en la muestra.